· Ficha de especie
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Fecha última actualización: 2010-07-05
Autoridad taxonómica: (Murrill) M.E. Barr
Orden: Diaporthales
Familia: Cryphonectriaceae
Castellano: Chancro del castaño
Català: Xancre del castanyer
Euskera:
Galego:
English: Chestnut blight
Autor fotografía: Enrique Rubio Domínguez
Autor de fotografía: Enrique Rubio Domínguez
Descripción:

Las cepas virulentas se caracterizan por tener el micelio de color blanco al principio del desarrollo y luego es de color amarillo. En el micelio se forman los picnidios que tienen un tamaño variable (hasta 300 µm), con un ostiolo, y son de color amarillo o marrón amarillento. Sin embargo las cepas hipovirulentas se caracterizan por tener el micelio blanco y por no formar picnidios. Los conidióforos aparecen des de la pared interna de los picnidios y tienen ramificaciones; éstos están tabicados y son hialinos con la superficie lisa y una longitud de hasta 60 μm y una anchura de 1.5 μm. Las esporas se encuentran dentro de los cirros amarillos, estos conidios son hialinos, pueden ser rectos o ligeramente curvados, unicelulares y redondeados en sus extremos, con un tamaño 3-5 x 1-1.5 μm.
Las formas sexuales de C. parasitica se agrupan en estromas de 10 a 20 peritecios globosos con un cuello alargado, de color marrón oscuro, que aparece de color negro en el interior del estroma, y tienen un tamaño de hasta 400 μm. Las ascas son alargadas (32-55 x 7-8.5 μm.), unitunicadas y con 8 ascósporas; estas son elípticas, sus extremos redondeados, con un tabique central poco constreñido, y un tamaño entre 7-12 x 3-5.5 μm.

Biología y hábitat: El ciclo biológico del hongo empieza con la aparición, en la superficie de la corteza del castaño, del estroma en forma de pústulas de color amarillo-naranja, donde posteriormente podrán aparecer los picnidios y peritecios que son los órganos de reproducción de C. parasítica. Dentro de los picnidios es donde se lleva a cabo la producción de conidios normalmente en primavera y otoño y éstos se dispersan por la acción de la lluvia, aves, ácaros e insectos. Los peritecios, que se forman de forma más ocasional, emiten ascosporas que luego son transportadas mediante el viento. Tanto los conidios como las ascosporas germinan en el árbol a temperaturas entre 18-38ºC. Posteriormente, bajo la corteza del árbol se desarrolla el micelio, ocasionando la muerte de ramas y brotes, apareciendo los primeros síntomas de la infección (Mansilla y col., 2005). A parte de infectar al castaño también afecta a otros géneros como Quercus sp., Castanopsis sp. y Acer sp. (CABI y EPPO,1994 y Mansilla y col., 2005).
Distribución geográfica nativa: Es originario de Asia, particularmente de Japón, desde donde se extendió hasta Estados Unidos a principios del siglo XX a través de los castaños japoneses (Castanea japonica) que se importaron por primera vez en 1876. Además lleva afectando a los castaños europeos des de mediados del siglo XX, donde apareció el primer brote en Génova en 1938.
Distribución y establecimiento 
en la península Ibérica:
Se observó por primera vez en España en Vizcaya en 1947 (Elorrieta, 1949) y posteriormente en 1978 en Bembibre (León) (Zamora y col., 2008). Actualmente está presente en la mitad norte de la Península Ibérica donde se concentra la producción más importante de castaño en la región: Cataluña, Aragón, Asturias, Castilla y León, País Vasco, Navarra y Galicia; y también en el Norte y centro de Portugal.
Mecanismo de introducción: se extendió por Estados Unidos, desde Japón, a principios del siglo XX a través de los castaños japoneses (Castanea japonica) que se importaron por primera vez en 1876. Así, la principal forma de introducción en otros países es mediante árboles ya infectados. Sin embargo, la propagación dentro de una misma zona es mediante el viento y el agua ya que los conidios y ascosporas de C. parasítica se propagan así después de tormentas, además las ascosporas son una fuente muy importante de inocuo en otoño. Se ha observado otro mecanismo de dispersión mediante insectos dado que habitan en los chancros, y completan su ciclo biológico en él (Scharfs y DePalma, 1981). El transporte de conidios se realiza a través de los pies y las plumas de los animales e insectos, como por ejemplo escarabajos.
Por otro lado, la propagación a gran escala es mediante las plantas huésped, la madera o la corteza que se van trasladando de un sitio a otro a causa del comercio internacional de castaño. También existe un pequeño riesgo de transmisión por frutas o semillas (CABI y EPPO, 1994).
Impacto ecológico: Es un parásito muy virulento y agresivo capaz de eliminar una población entera de los géneros Castanea y Quercus. También causa una reducción de la fuente de alimentación de algunos animales, sobre todo los que viven en las poblaciones naturales de estas especies de árboles (Loo, 2009).
Impacto socioeconómico: En Estados Unidos entre 1904-1950 esta especie causó la destrucción, casi total, de poblaciones de Castanea dentata. Referente a Europa su propagación también fue rápida y amplia afectando C. sativa en Italia desde 1938. Sin embargo, hay muchos estudios que han demostrada que el patógeno tiene un comportamiento menos virulento en Europa que en los Estados Unidos.
Gestión: Se llevan a cabo medidas de control; se han utilizado métodos mecánicos de eliminación de ramas afectadas, protección de heridas de poda con un mastic fungicida, métodos químicos, sin mucho éxito y la existencia de híbridos resistentes a partir de Castanea crenata y Castanea mollisima, pero no han mostrado una resistencia completa frente a la enfermedad. El único método de control que por ahora ha mostrado resultados significativos ha sido el control biológico. Este se realiza mediante las cepas hipovirulentas que compiten con las cepas virulentas por el nincho y producen chancros no letales, que quedan restringidos a la parte externa de la corteza y no destruyen el cámbium del castaño, que puede seguir creciendo con normalidad. La hipovirulencia es una atenuación de la virulencia del patógeno causada por la infección del hongo por un hipovirus de RNA de doble cadena (Homs et al. 2001)
Además, Cryphonectria parasítica está encuadrado en la lista A2 de la EPPO (European Plant Protection organization) como patógeno de cuarentena y recogido en la legislación española en el Anexo II, Parte A, Sección II, letra c) del Real Decreto 58/2005, de 21 de enero, por el que se adoptan medidas de protección contra la introducción y difusión en el territorio nacional y de la Comunidad Europea de organismos nocivos para los vegetales o productos vegetales, así como para la exportación y tránsito hacia países terceros ( Aguín y col., 2005).
Autores ficha: Mireia Puig Garcia
Observaciones:
Bibliografía: - Agrios, G.N. 2005. Plant Pathology. 5th ed. Elseiver Academic Press, California.

- Aguín O., Mata M., Mansilla J.P, Martín A.B. y Sierra J.M. 2005. Distribución y diversidad de los tipos de compatibilidad vegetativa de Cryphonectria parasitica (Murrill) Barr en castaños de Castilla y León Boletín de. Sanidad Vegetal. Plagas, 31: 287-297

- Bragança H., Simões S., Onofre N. y Santos N. 2009. Factors influencing the incidence and spread of chestnut blight in Northeastern Portugal. Journal of Plant Pathology 91 (1), 53-59

- CABI and EPPO for the EU under Contract 90/399003. Data Sheets on Quarantine Pests: Cryphonectria parasitica.

- Cobos, P. 1989. Fitopatología del castaño (Castanea sativa Miller). Boletín de Sanidad Vegetal, 16, 129 pp.

- Choi, G. H. y Nuss, D. L. 1992. Hypovirulence of chestnut blight fungus conferred by an infectious viral cDNA. Science. 257: 800-803

- García P. y Monte E. Fitopatología del castaño el chancro y la tinta en la provincia de Salamanca.

- Homs, G., Rodríguez, J., Rigling, D., y Colinas, C. 2001. Caracterización de lapoblación de Cryphonectria parasitica y detección de cepas hipovirulentas en 3 subpoblaciones de Cataluña. Montes para la sociedad del nuevo milenio. III Congreso Forestal Español. Ed. Junta de Andalucía. Granada.

- Jaynes, R.A. y DePalma, N.K. 1984. Natural infection of nuts of Castanea dentata by Endothia parasitica. Phytopathology, 74: 296-299

- Juhásová, G., Adamcíková, K y RobinTitre, C. 2005. Results of biological control of chestnut blight in SlovakiaRevue. Phytoprotection, 86.1: 19-23

- Loo J.A. 2009. Ecological impacts of non-indigenous invasive fungi as forest pathogens. Biological Invasions 11:81–96

- Mansilla,P., Pintos, C., Aguín, O., González-García, M. 2005 Estación Fitopatolóxica do Areeiro. Servicio Agrario. Diputación Provincial de Pontevedra. (EFA 38/2005: C. parasítica).

- Scharf, C.S. y DePalma, N.K. 1981. Birds and Mammals as Vectors of the Chestnut Blight Fungus (Endothia parasitica). Canadian Journal of Zoology, 59: 1647-1650

- Zamora P., Martín A.B, Arrate J., Rigling D. y Diez J.J. Any. Detection of the vegetative compatibility groups of Cryphonectria parasitica in Castilla y León region. II Iberian Congress on Chestnut.
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