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Fecha última actualización: 2012-07-12
Autoridad taxonómica: Longore, Pessier & Nichols
Orden: Rhizophydiales
Familia:
Castellano: Quitridiomicosis cutánea
Català: Quitridiomicosi cutània
Euskera: Larruazaleko chytridiomycosis
Galego: Chytridiomycosis cutánea
English: Cutaneous chytridiomycosis
Autor fotografía: Fotografía: Johnson ML & Speare R (Wikimedia commo
Autor de fotografía: Fotografía: Johnson ML & Speare R (Wikimedia commo
Descripción:

Es un hongo quítrido inoperculado (carece de opérculo), que se desarrolla monocéntrica o colonialmente, y presenta hilos de rizoide (Longcore et al.,1999). Existen tres aislamientos Rhizophydiales (JEL 122, JEL 326 y JEL142) de parientes cercanos de Batrachochytrium dendrobatidis (Fisher et al, 2009).

Patobiología: Batrachochytrium dendrobatidis (Bd) infecta sólo a los tejidos queratinizados de anfibios. En los anuros sólo se encuentran en la epidermis de los post-metamórficos (juvenil con todas las características de un adulto) y en la parte de la boca de las larvas (Hidalgo et al, 2012). Estos presentan lesiones macroscópicas en piernas y vientre. Hay una hiperqueratosis epidérmica, la hiperplasia e hipertrofia asociada con bajo a moderado número de quítrido en las capas queratinizadas (Nichols et al, 2001). Las zoosporas móviles acuáticas infectan a un anfibio y luego se convierte en una liberación de esporangios de zoosperas cutáneas. (Longcore et al., 1999).
Los signos clínicos no cutáneos que se observan, son cambios posturales en los que los animales parecen estar evitando el contacto con el sustrato, evasión o aumento en la preferencia del agua, anorexia, letargo, y a veces, signos neurológicos (Pessier, 2002).

Biología y hábitat: La interacción de las especies hospedadoras, la cepa
patógena, y los factores ambientales (incluyendo humedad y temperatura) parecen influir en el resultado de la infección. (Hidalgo et al, 2012).
Bd puede sobrevivir en cuerpos de agua sin la presencia del huésped. Presenta una tolerancia ambiental amplia. La condición óptima para el crecimiento en laboratorio va de 17 a 25oC, el crecimiento cesa a los 28oC y muere después de una semana por encima de los 29oC; pueden resistir hasta 4oC de temperatura mínima (Pietrowski, 2004).

En estudios de aislamiento, Bd puede ser perfilado por sus características genotípicas y proteomáticas, así como por el tamaño de sus esporangios; en una matriz de distancia muestra que mientras menos aislada esté son más biológicamente únicos (Fisher, et al 2009)
Estudios recientes en el Parque Natural de Peñalara concluyeron que la prevalencia de Bd fue significativamente menor en los renacuajos expuestos a intensidades ambientales de UV-B (2,94%) que en renacuajos no expuestos a la radiación (9,72%) (Ortiz et al, 2010).
Distribución geográfica nativa: Han sido propuestos tres centros de propagación de Bd: África, América o Asia. La primera infección que fue publicada, se identificó en 1938 en una muestra de Xenopus laevis del Sur de África (Ghirardi et al., 2011). Otros estudios afirman que los primeros casos fueron en Xenopus fraseri, en Camerún en 1933, Uganda en 1934 y Sudáfrica en 1938. El genotipo con una mayor diversidad de cepas se produce en América del Norte, en lugar de África. Sin embargo, se ha encontrado que tres haplotipos del Bd de la especie nativa Andrias japonicus, endémicas de Japón, presentaron la infección en estos especímenes de museo desde el año 1902. Estos últimos estudios sugieren que el Bd puede provenir de Asia más que de África (Bai et al., 2012).
Distribución y establecimiento 
en la península Ibérica:
No hay evidencia concreta de cómo se introdujo el Bd en la Península Ibérica. En España, las primeras identificaciones se efectuaron en 1997 en la especie Alytes obstetricans del Parque Natural de Peñalara (Bosch et al., 2001). Los brotes de quitridiomicosis fueron detectados por primera vez en los Pirineos en el año 2002 (Walker S., et al 2010). Sin embargo se ha aislado una cepa de IA042, en Acherito Ibon en los Pirineos, el cual difiere significativamente de la cepa aislada en la isla de Mallorca (Fisher et al, 2009). Algunos miembros de la familia Pipidae como Hymenochirus curtipes y X. laevis han sido exportados hacia Norteamérica y Europa (Weldon et al, 2004). Estudios en los Pirineos concluyen que ha habido una sola introducción y posterior propagación (Walker et al, 2010).
Mecanismo de introducción: Es la causa inmediata de disminución de la población de más de 200 especies de anfibios a nivel mundial (Hidalgo et al, 2012). El primer sitio donde se detectó Bd en la Península Ibérica fue el Parque Natural de Peñalara (Garner et al, 2009).
En la última década anterior a 1999, renacuajos de Alytes obstetricans estaban presentes en 35 lagunas del Parque Natural de Peñalara. En 1999 estaban presentes sólo en cinco lagunas, es decir, habían desaparecido de un 86% de las lagunas que ocupaban unos años atrás (Bosch et al., 2001).
En el Parque Nacional de Doñana (que cuenta con 11 especies nativas de anfibios, 5 de ellas endémicas de la Península Ibérica) en un muestreo realizado en diciembre de 2007 y febrero-marzo de 2008, se encontró en el segundo período de muestreo que 7 de las 11 especies estaban infectadas, incluyendo tres de las endémicas. No se detectó infección en Bufo bufo y Bufo calamita (Hidalgo et al, 2012).
Impacto ecológico: Existen dos hipótesis de aparición: la primera es que podría haber sido recientemente introducida en las poblaciones nativas y la segunda, que los cambios ambientales pueden haber alterado una pre-existente relación huésped-parásito. La genética apoya la primera hipótesis (Bosch & Martínez-Solano, 2006).
La enfermedad puede ser transportada por renacuajos y sapos aparentemente sanos. (Bosch, 2001).
Impacto socioeconómico: Se desconocen estudios sobre los impactos socioeconómicos que puedan implicar las infecciones por el Bd.
Gestión: El Bd es una enfermedad infecciosa emergente reconocida como una de las causas de los recientes declives y extinciones de anfibios de todo el mundo (Hidalgo et al, 2012). Se describen algunos tratamientos en ranas venenosas (Dendrobates spp) en donde se realizan 5 minutos de baños diarios en una solución al 0,01% de itraconazol durante 11 días (Pessier, 2002).
A nivel mundial, la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE) ha declarado el Bd (que se encuentra dentro de las 100 especies invasoras más dañinas del mundo) y el Ranavirus como patógenos de declaración obligatoria; esto permite a los países que están asociados a la Organización Mundial del Comercio de poner a prueba y limitar el comercio de anfibios infectados (Fisher, et al, 2009).
Para el caso del Parque Natural de Peñalara existen algunas propuestas de conservación y gestión, especialmente por el impacto del Bd en la población de A. obstetricans, en donde se indican que las acciones deben garantizar la preservación de la máxima diversidad de anfibios, centrándose sólo en algunos grupos de las lagunas que albergan una mayor diversidad y abundancia que otras; éstas deben incluir muestreos detallados y exhaustivos durante una o varias temporadas (Bosch et al., 2003).
Autores ficha: S. Ivonne Paico Vera
Observaciones:
Bibliografía: Bai Ch., Liu X., Fisher M., et al 2012. Global and endemic Asian lineages of the emerging pathogenic fungus Batrachochytrium dendrobatidis widely infect amphibians in China. Diversity and Distributions 18: 307-318.

Bosch J., & Martínez-Solano I., 2006. Chytrid fungus infection related to unusual mortalities of Salamandra salamandra and Bufo bufo in the Peñalara Natural Park, Spain. Oryx 40: 84-89.

Bosch J., Martínez-Solano I. & García-París M., 2001. Evidence of a chytrid fungus infection involved in the decline of the common midwife toad (Alytes obstetricians) in protected areas of central Spain. Biological Conservation 97: 331-337.

Bosch J., Boyero L., & Martínez-Solano I., 2004. Spatial scales for the management of amphibian populations. Biodiversity and conservation 13: 409-420.

Fisher M., Bosch J., Yin Z., Stead D., et al, 2009. Proteomic and phenotypic profiling of the amphibian pathogen Batrachochytrium dendrobatidis shows that genotype is linked to virulence. Molecular Ecology 18, 415-419.

Fisher M., Garner T., & Walker S., 2009. Global emergence of Batrachochytrium dendrobatidis and amphibian Chytridiomycosis in space, time and host. Annu. Rev. Microbiol. 63:291-310.

Garner T., Walker S., Bosch J., et al., 2009. Life history tradeoffs influence mortality associated with the amphibian pathogen Batrachochytrium dendrobatidis. Oikos 118:783-791.

Ghirardi R., Perotti MG, Steciow MM, et al., 2011. Potential distribution of Batrachochytrium dendrobatidis in Argentina: implications in amphibian conservation. Hydrobiología 659: 111-115.

Hidalgo-Vila J., Díaz-Paniagua C., Marchand M. & Cunningham A., 2012. Batrachochytrium dendrobatidis infection of amphibians in the Doñana National Park, Spain. Diseases of Aquatic Organism 98:113-119.

Longcore J.E., Pessier A.P., & Nichols D.K., 1999. Batrachochytrium dendrobatidis gen et sp. nov., a chytrid pathogenic to amphibians. Mycologia 91:219-227.

Nichols D.K., Lamirande E.W., Pessier A.P. & Longcore J.E., 2001. Experimental transmission of cutaneous chytridiomycosis in dendrobatid frogs. Journal of Wildlife Diseases 37:1-11.

Pessier A.P., 2002. An overview of amphibian skin disease. Seminars in avian and exotic pet medicine. 11:162-174.

Piotrowski J., Annis S., & Longcore J., 2004. Physiology of Batrachochytrium dendrobatidis a chytrid pathogen of amphibians. Mycologia 96: 9-15.

Walker S., Bosch J., Gomez V., Garner T., et al., 2010. Factors driving pathogenicity vs prevalence of amphibian panzootic chytridiomycosis in Iberia. Ecology Letters 13: 372-382.

Weldon Ch, H. du Preez L., Hyatt A, Muller R, et al, 2004. Origin of the amphibian chytrid fungus. Emerging Infectious Diseases 10: 2100-2105.
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